兔肠神经嵴干细胞
以日本大耳白兔为实验来源，经胰蛋白酶消化法处理肠神经嵴组织后，通过Ficoll-Hypaque梯度离心纯化获得干细胞，采用含血清的基础培养基培养；通过免疫荧光双标技术检测SSEA-4阳性率，细胞免疫荧光定量CD44表达量，结合流式细胞术综合评价细胞表型。
产品名称：兔肠神经嵴干细胞
英文名称： Rabbit Intestinal Neural Crest Stem Cells
组织来源： 肠组织
默认种属 ：兔
产品规格：5×10^5Cells/T25
方法简介 实验室分离的兔肠神经嵴干细胞采用胶原酶-中性蛋白酶联合消化结合差速贴壁法，并通过专用培养基培养筛选制备而来。
质量检测 实验室分离的兔肠神经嵴干细胞经特异性标志物免疫荧光鉴定，纯度可达85%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。
包被条件： 鼠尾胶原Ⅰ（2-5 μg/cm²）
培养基： 兔肠神经嵴干细胞完全培养基(含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等)
换液频率： 每2-3天换液一次
生长特性： 悬浮
细胞形态： 圆形
传代比例： 1:2
传代特性： 可传5-8代
消化液： 0.25%胰蛋白酶
兔肠神经嵴干细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。
一、实验前准备
1. 准备无菌手术器械（手术剪、镊子、眼科剪）、培养耗材，高压灭菌后备用；超净工作台紫外消毒。
2. 提前配制冰预冷D-Hanks液、消化液（EDTA、胰蛋白酶）、Ⅳ型胶原酶、α-MEM + 10% FBS + 1% 双抗（37℃预热）、双抗溶液。
3. 健康新西兰大白兔（2.0-2.5kg），3%戊巴比妥钠耳缘静脉注射麻醉，所有试剂冰浴预冷备用。
二、取材与预处理
1. 空气栓塞法处死，碘伏消毒术野，无菌操作取出肠组织。
2. 浸入冰预冷D-Hanks液中冲洗干净，仔细分离去除血管、神经及结缔组织。
3. 将组织转移至新的培养皿中，用手术剪精细剪碎成细小碎块。
三、细胞分离与消化
1. 组织碎块加入EDTA+胰蛋白酶混合消化液，37℃消化46min，间断吹打。
2. 加入含10% FBS的培养基终止消化，吹打制备单细胞悬液。
3. 200g离心10min收集细胞沉淀，PBS重悬洗涤两遍。
四、纯化与接种培养
1. 细胞悬液过40μm细胞滤网，采用Percoll密度梯度离心富集干细胞，去除团块和未消化组织。
2. 沉淀细胞用α-MEM + 10% FBS + 1% 双抗重悬，台盼蓝染色检测活力（应>90%），以60000.0-210000.0cells/cm²密度接种。
3. 放入37℃、5% CO2恒温培养箱，每2天换液一次，镜检观察梭形或多角形，贴壁生长，核质比高，核仁明显及生长状态。
实验动物(新西兰大白兔，2.0-3.0kg)需经戊巴比妥钠(30mg/kg)耳缘注射麻醉后，迅速取肠道组织，整个过程控制在45分钟以内，否则细胞存活率显著降低。
培养器皿必须提前用0.1mg/ml胶原酶I包被过夜，未包被的培养板神经嵴干贴壁效率极低，影响后续实验结果。
该细胞贴壁生长，增殖较为缓慢，每3-4天换液一次，传代比例建议1:2至1:4，长期培养需注意细胞衰老标记物的检测。
培养基中需添加DMEM/F12含10% FBS和1%青霉素-链霉素，其中血清浓度应根据细胞生长状态适当调整，低血清条件有助于减少杂细胞污染但可能影响神经嵴干增殖速度。
换液操作需在生物安全柜中进行，使用预温的培养基缓慢加入培养孔/皿中，避免产生气泡和液流冲击导致细胞脱落或损伤。
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关键字： 兔肠神经嵴干细胞;肠组织;
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