巨噬细胞集落刺激因子1（M-CSF）在文献中常写作集落刺激因子1（CSF-1），由成纤维细胞、成骨细胞、血管内皮细胞及活化的免疫细胞分泌，与细胞膜表面受体CSF1R结合后调控单核-巨噬细胞谱系的存活、增殖与功能分化[1]。M-CSF强调的是其最早被鉴定的巨噬细胞集落刺激活性，CSF-1则来自集落刺激因子家族的统一编号，二者指向同一基因产物。值得注意的是，近年的研究已把这条通路从造血调控延伸到肿瘤免疫微环境重塑、关节炎症维持与中枢突触吞噬等场景，M-CSF抗体也随之从辅助试剂变成了定量观察的核心工具。
肿瘤微环境中的M-CSF抗体
在肿瘤免疫研究中，M-CSF抗体常与CSF1R抗体配对使用，以便同时观察配体与受体的表达变化。以鼠源CT-26细胞建立结直肠癌皮下移植瘤模型，发现黄芪多糖组抑瘤率为27.91%，肿瘤组织凋亡率由对照组的10.3%升至31.6%。免疫荧光显示M1型巨噬细胞（CD68+CD11c+）占比由15.64%升至25.50%，M2型（CD68+CD163+）占比由61.24%降至49.86%，血清与瘤内IL-10、TGF-β同步下调[2]。此时若在免疫荧光或免疫组化层面补入M-CSF抗体，就能获得配体来源细胞与受体阳性巨噬细胞之间的空间对应关系，进而判断配体究竟由肿瘤细胞、基质细胞还是浸润髓系细胞提供。这种可定位、可定量的信息，使M-CSF抗体难以被替代。
骨关节炎研究中的M-CSF抗体
骨关节炎（OA）领域提供了另一条证据链。王俊杰基于arcOGEN与UK Biobank数据的孟德尔随机化分析显示，循环CSF-1水平升高与膝OA风险相关，OR分别为1.18（95%CI 1.03–1.35，p=0.017）与1.08（95%CI 1.02–1.15，p=0.009）。SMR与基因共定位分析进一步筛选出STRIP1、FLOT1、IER3与TMEM171等候选基因。该研究汇集的临床证据表明，OA患者血清与关节液中CSF-1水平显著升高，并与Kellgren-Lawrence分级及MMP-13相关[1]。而其中引用的干预实验使用的是抗CSF1R单克隆抗体（AFS98）而非M-CSF抗体，二者在实验逻辑上并不等价，前者阻断受体、耗竭巨噬细胞，后者用于检测配体分布。理清这一分工，是使用M-CSF抗体时避免结论外推错误的前提。
神经免疫研究中的M-CSF抗体
中枢神经系统研究把M-CSF抗体的空间分辨率要求推到了更精细的水平。用硼替佐米（1 mg/kg，每周2次，连续4周）建立化疗相关认知功能障碍小鼠模型，并以AAV-BR1-Shcsf1-GFP（滴度5×10¹² vg）特异性敲减脑血管内皮CSF1。免疫荧光中M-CSF抗体按1∶200稀释、4℃孵育18 h，Iba1按1∶500、PSD95按1∶200标记，荧光二抗1∶500；模型组海马CSF1荧光强度升至对照组的3.19±0.79倍，PSD95降至0.38±0.06，Iba1阳性小胶质细胞内的PSD95升至2.93±0.32。敲减后CSF1回落至1.42±0.48，PSD95回升至0.84±0.09[3]。正是依靠M-CSF抗体呈现的连续管状、沿血管壁分布的信号特征，作者才得以把CSF1的来源锁定在脑血管内皮细胞，而非泛泛的脑组织表达。
M-CSF抗体的实验选型与验证
M-CSF抗体的使用参数呈现出可复用的规律。稀释比集中在1∶200量级，孵育条件为4℃过夜（约18 h），二抗多为1∶500，并普遍采用与Iba1、CD68等巨噬细胞标志物共染的策略。制样上，移植瘤与脑组织均经4%多聚甲醛固定，脑片厚度35 μm，抗原修复与通透条件因组织类型而异[2,3]。选型与报告时应优先确认三件事：其一是表位归属，明确抗体识别的物种与结构域，避免与CSF1R抗体混为一谈。其二是验证方式，用基因敲减或阻断实验确认信号特异性，正如CSF1敲减后M-CSF抗体信号由3.19倍回落至1.42倍所提示的那样。其三是批次一致性，同一课题的纵向比较宜统一使用同批号M-CSF抗体，并在方法学部分完整记录稀释比、孵育时长与显色体系[1,3]。
参考文献
[1] 王俊杰. 巨噬细胞集落刺激因子1及其基因位点与骨关节炎关系的研究[D]. 银川: 宁夏医科大学, 2026.
[2] 张楠, 孙维义, 任伟东, 等. 黄芪多糖通过调控CSF1/STING-TBK1信号通路抑制结直肠癌CT-26细胞移植瘤小鼠肿瘤组织中M2型巨噬细胞的极化[J]. 肿瘤, 2025, 45(10): 797-811.
[3] 杨帆, 陈乐, 秦清, 等. 脑血管内皮CSF1在硼替佐米致小鼠认知功能障碍中的作用[J]. 微循环学杂志, 2026, 36(2): 20-25.