蛋白质免疫印迹（WB）实验中，转膜是连接电泳与检测的 “桥梁”—— 膜的选择直接影响蛋白结合效率、信号强度、背景噪音，甚至实验成本！选错膜可能导致：目标条带模糊、非特异性条带泛滥、抗体浪费，严重时直接让实验功亏一篑。 而 NC 膜（硝酸纤维素膜）和 PVDF 膜（聚偏氟乙烯膜）作为 WB 的 “两大主力膜”，没有绝对的优劣，只有 “适配与否”。今天就从 3 个核心维度，帮你精准匹配实验需求～
一、核心对比
NC膜vs PVDF膜，一张表看清差异
高(约 150-200 μg/cm2)，
可结合更多蛋白
适合中等-大分子蛋白(>20 kDa)，小分子蛋白(<20 kDa)易渗漏
全分子量适用，尤其适合小分子蛋白(<10 kDa)和低丰度蛋白
无需激活，转膜后可直接封闭；易吸水变脆，操作需轻柔
必须用甲醇激活(打开疏水基团，否则无法有效结合蛋自；韧性强，耐反复洗膜和孵育
好，可反复洗膜、重孵育(如更换一抗检测不同蛋白)，性价比更高
较高，约为 NC 膜的 1.5-2 倍，适合关键实验、低丰度蛋白检测
二、实操选择指南：不同场景怎么选？
1. 优先选 PVDF 膜的情况
目标蛋白是小分子（＜20 kDa，如细胞因子、短肽）或低丰度蛋白（如信号通路蛋白、稀有抗原）；
需要重复利用膜（如同一膜检测多个目标蛋白，节省样品和抗体）；
实验周期长，需要长期储存膜（如转膜后暂时不检测，后续复苏）；
抗体价格昂贵，希望提高结合效率、减少抗体浪费；
做蛋白测序、质谱分析（PVDF 膜兼容测序流程，NC 膜易降解）。
2. 优先选 NC 膜的情况
常规 WB 实验，目标蛋白是中等 - 大分子（＞20 kDa）、丰度较高（如内参蛋白 GAPDH、β-actin）；
对背景噪音要求高（如荧光 WB、化学发光高灵敏度检测）；
实验预算有限，需要批量处理样品；
新手操作，希望简化流程（无需甲醇激活，容错率更高）。
三、关键操作提醒：避免踩坑！
1. PVDF 膜使用注意事项
转膜前必须用 100% 甲醇浸泡 10-30 秒激活（关键步骤！未激活的 PVDF 膜几乎不结合蛋白）；
转膜缓冲液可加入 20% 甲醇（增强小分子蛋白的转移效率）；
封闭液可根据抗体类型选择：抗血清、多克隆抗体用 5% 脱脂牛奶，单克隆抗体、磷酸化抗体优先选 5% BSA（减少非特异性结合）；
洗膜时可适当增加洗膜次数（3 次 ×10 分钟），用 TBST 缓冲液（含 0.1% Tween-20），降低背景噪点；
重新孵育时，用 stripping buffer 洗脱一抗后，需充分洗膜再孵育新抗体，避免交叉反应。
2. NC 膜使用注意事项
转膜缓冲液无需加甲醇（甲醇会降低 NC 膜的蛋白结合能力）；
转膜后立即封闭，避免膜干燥（干燥后蛋白结合位点会失效，条带模糊）；
洗膜时用温和的摇速，避免膜破裂（NC 膜韧性较差）；
封闭液优先选 5% 脱脂牛奶（与 NC 膜兼容性更好，背景更低）。
四、总结
常规实验、大分子高丰度蛋白、预算有限→选 NC 膜；
小分子 / 低丰度蛋白、重复利用、关键实验→选 PVDF 膜！
其实 WB 膜的选择没有绝对标准，核心是 “适配目标蛋白和实验需求”。如果不确定，也可以做平行实验：用两种膜同时转膜，对比条带清晰度和背景，找到最适合自己实验的方案～
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